Влияние макролидных антибиотиков на развитие резистентности микрофлоры полости рта у детей

Kastner U., Gugenbichler J. P.
Infection 2001; 29: 251 — 256

Развитие антибиотикорезистентности у распространенных возбудителей инфекций дыхательных путей привело к трудностям в вопросах лечения инфекций верхних и нижних дыхательных путей за последнее десятилетие, особенно у детей. Особую проблему в настоящее время представляют бета-лактамазо-продуцирующие штаммы Haemophilus influenzae и Moraxella catarrhalis, а также стрептококки группы А (СГА) и Streptococcus pneumoniae со сниженной чувствительностью к широкому спектру антибиотиков, включая пенициллины, цефалоспорины, макролиды и азалиды. Распространенность пенициллин-резистентных штаммов S. pneumoniae в мире составляла 14,1% в 1997 году, однако аналогичные показатели в ряде регионов значительно выше (30–40%), особенно в Южной Европе (Испания и Франция) и Юго-Восточной Азии (более 70%). Резистентность S. pneumoniae к макролидам возрастает просто катастрофически — 22%, превышая пенициллиновую резистентность во многих странах. Довольно часто встречаются сообщения о развитии эритромициновой резистентности у СГА в таких европейских странах, как Финляндия, Италия, Венгрия, Австрия и Испания. Кроме того, попытки эрадикации H. influenzae при помощи макролидов и азалидов у детей с острым средним отитом довольно часто безуспешны, даже если клинические изоляты оказываются чувствительными in vitro согласно критериям Национального комитета клинических лабораторных стандартов (НККЛС).

Что касается бактерий вида Streptococcus, известно о двух механизмах развития резистентности к макролидам: модификация прицельной зоны и активный эфлюкс (выброс) препарата. Модификация прицельной зоны передается метилазой эритромициновой резистентности, кодируемой геном erm, которая уменьшает связывание макролидов, линкозамидов и стрептограмина В (MLSB) с рибосомальной субъединицей 50S. Активный эфлюкс препарата передается геном mef, обуславливая развитие резистентности только к 14- та 15-членным макролидам, она определяется как М-фенотип.

Даже невзирая на постоянный поток информации, касающейся распространенности нечувствительных возбудителей, и выявление сходств в генах антибиотикорезистентности, главные причины ее развития все еще остаются невыясненными. Современные наблюдательные исследования засвидетельствовали четкую взаимосвязь между назначением макролидов и резистентностью к ним. Последующие исследования подтверждали, что избыточное применение антибиотиков в целом может способствовать носительству резистентных штаммов ротовой и желудочно-кишечной флоры, особенно у детей. Мало того, фармакокинетические характеристики и фармакодинамические свойства предопределяют не только антимикробный эффект и клинический результат, но и могут оказывать особое влияние на приобретение резистентности. Недавно некоторыми учеными обсуждалось влияние длительнодействующих макролидов с низким Cmax и продолжительным периодом полувыведения на развитие эритромициновой резистентности. Что касается группы макролидных антибиотиков, период полувыведения азитромицина особенно длительный, что приводит к более продолжительному сохранению субингибиторных концентраций. Изоляция макролидо-резистентного H. influenzae и Pseudomonas aeruginosa у детей с мастоидитом через 3 недели после лечения острого среднего отита азитромицином подтолкнула нас к изучению влияния макролидов с различными фармакокинетическими свойствами на формирование макролидорезистентности у представителей микрофлоры полости рта у детей.

Грамотрицательные палочки: кишечные грамотрицательные палочки и Haemophilus influenzae; другие: виды Neisseria, Moraxella catarrhalis, коринебактерии.

Пациенты и методы

В исследование включались дети в возрасте от 6 месяцев до 16 лет с инфекциями верхних или нижних дыхательных путей при условии, что им назначались макролиды. Из исследования исключались пациенты, которым на протяжении 14 дней до включения назначались антибиотики, в случае первичной колонизации микрофлоры полости рта макролидо-резистентными штаммами, нарушений функции почек или печени, при наличии желудочно-кишечных расстройств. После компьютерной рандомизации были сформированы группы по 12 человек, принимавшие либо эритромицин (40 мг/кг с разделением на три дозы), либо рокситромицин (8 мг/кг, один раз в день), либо джосамицин (40 мг/кг с разделением на три дозы), а также две группы по 60 человек, принимавшие кларитромицин (15 мг/кг с разделением на две дозы) или азитромицин (10 мг/кг один раз в день). Продолжительность лечения составляла 7 дней, за исключением группы азитромицина (3 дня).

Забор мазков из горла производился до начала антибиотикотерапии, еженедельно на протяжении 4 недель и на 6 неделе лечения; выполнялся посев и культивирование на протяжении 12 часов при температуре 37°С. Затем определялась чувствительность к азитромицину, кларитромицину, эритромицину при помощи лент Е-теста. Поскольку стандартные ленты Е-теста для джосамицина и рокситромицина отсутствуют, то чувствительность к данным антибиотикам оценивалась с помощью Е-теста для эритромицина, учитывая наличие перекрестной резистентности. Затем все микроорганизмы, оказавшиеся резистентными по результатам Е-теста, исследовались путем микроразведения в бульоне (МБ) согласно стандартам НККЛС.

Результаты

Всего в исследование было включено 264 пациента с сентября 1996 по декабрь 1997 года. В целом в микрофлоре ротовой полости у 197 пациентов макролидо-резистентные штаммы изначально отсутствовали. Шестьдесят пациентов из групп кларитромицина и азитромицина завершили исследование, частота выбывания из исследования при использовании кларитромицина составляла 25% (20/80), азитромицина — 20% (15/75). Лечение эритромицином, джосамицином, рокситромицином начали 14 пациентов, выбыло из исследования по 2 пациента из каждой группы, поэтому общее количество пациентов, которых оценили, составляло 156. Прекращение приема препарата было прежде всего следствием несоблюдения режима и схемы лечения исследуемым препаратом и невозможности повторного забора мазков из горла. Демографические и клинические характеристики не отличались между группами лечения; средний возраст составлял 4,2 года, 49,5% детей были представлены пациентами мужского пола.

Процент пациентов с колонизацией ротовой полости макролидо-резистентными штаммами между 1 и 6 неделями приведен в таблице 1, в которой подытожены данные о естественной и приобретенной резистентности. Поскольку признаки смешанной резистентности, свойственные грамположительным коккам, грамотрицательным палочкам и Candida, наблюдались приблизительно у трети пациентов, количество изолятов превышало количество пациентов. Впоследствии резистентные изоляты специфицировались в группах кларитромицина и азитромицина, результаты приведены в таблице 2.

Таблица 1. Процент пациентов с колонизацией ротовой полости макролидо-резистентными микроорганизмами, высеянными после каждой из недель исследования, и идентификация резистентных изолятов до генного уровня

После 1-й недели (%) После 2-й недели (%) После 3-й недели (%) После 4-й недели (%) После 6-й недели (%)

Кларитромицин (n = 60)

Пациенты с резис­тент­ными изолятами

36/60 (60)

37/60 (62)

29/60 (48)

20/60 (33)

10/60 (17)

Стрептококки

12/43 (28,5)

9/40 (22,5)

3/32 (9,4)

4/28 (14,2)

3/13 (23,1)

Стафилококки

5/43 (11,4)

5/40 (12,5)

5/32 (15,6)

5/28 (19,0)

2/13 (15,4)

Грамотрицательные палочки

10/43 (22,9)

15/40 (37,5)

13/32 (40,6)

13/28 (46,0)

6/13 (46,2)

Candida

10/43 (22,9)

10/40 (25,0)

8/32 (25,0)

7/28 (23,8)

2/13 (15,4)

Другие

6/43 (14,3)

1/40 (2,5)

3/32 (9,4)

0 (0)

0 (0)

Азитромицин (n = 60)

Пациенты с резис­тент­ными изолятами

41/60 (68)

50/60 (83)

49/60 (82)

52/60 (87)

51/60 (85)

Стрептококки

23/51 (45,1)

20/56 (35,7)

20/63 (31,7)

13/62 (21,0)

18/62 (29,0)

Стафилококки

6/51 (11,8)

9/56 (16,1)

12/63 (19,1)

12/62 (19,4)

11/62 (17,8)

Грамотрицательные палочки

10/51 (19,5)

16/56 (28,6)

21/63 (33,3)

26/62 (41,9)

27/62 (43,6)

Candida

6/51 (11,8)

6/56 (10,7)

8/63 (12,7)

6/62 (9,7)

3/62 (4,8)

Другие

6/51 (11,8)

5/56 (8,9)

2/63 (3,2)

5/62 (8,0)

3/62 (4,8)

Эритромицин (n = 12)

Пациенты с резис­тент­ными изолятами

5/12 (42)

5/12 (42)

1/12 (8,3)

0/12 (0)

2/12 (17)

Стрептококки

2/5 (40,0)

2/5 (40,0)

1/12 (8,3)

0

2/2 (100,0)

Стафилококки

2/5 (40,0)

2/5 (40,0)

0

0

0

Грамотрицательные палочки

1/5 (20,0)

0

0

0

0

Candida

0

0

0

0

0

Другие

0

0

0

0

0

Рокситромицин (n = 12)

Пациенты с резис­тент­ными изолятами

11/12 (92)

11/12 (92)

9/12 (75)

5/12 (42)

3/12 (25)

Стрептококки

5/11 (45,5)

5/11 (45,5)

3/10 (30,0)

1/5 (20,0)

1/4 (25,0)

Стафилококки

2/11 (18,2)

2/11 (18,2)

3/10 (30,0)

1/5 (20,0)

0

Грамотрицательные палочки

3/11 (27,3)

3/11 (27,3)

3/10 (30,0)

2/5 (40,0)

1/4 (25,0)

Candida

1/11 (9,0)

1/11 (9,0)

1/10 (10,0)

1/5 (20,0)

1/4 (25,0)

Другие

0

0

0

0 (0)

0

Джосамицин (n = 12)

Пациенты с резис­тент­ными изолятами

7/12 (58)

6/12 (50)

5/12 (42)

3/12 (25)

2/12 (17)

Стрептококки

3/8 (37,5)

3/6 (50,0)

3/6 (50,0)

1/3 (33,3)

2/2 (100,0)

Стафилококки

0

1/6 (16,7)

2/6 (33,3)

0

0

Грамотрицательные палочки

3/8 (37,5)

2/6 (33,3)

0

1/3 (33,3)

0

Candida

2/8 (25,0)

0

1/6 (16,7)

1/3 (33,3)

0

Другие

0

0

0

0

0

Таблица 2. Резистентные виды в группах кларитромицина и азитромицина

Кларитромицин (%) Азитромицин (%)

Грамотрицательные палочки

n = 50

n = 100

Виды Enterobacter

19 (38)

48 (48,0)

Виды Klebsiella

6 (12)

28 (28,0)

Виды Haemophilus

2 (4)

1 (1,0)

Виды Pseudomonas

10 (20)

7 (7,0)

Вид не определен

13 (26)

16 (16,0)

Стрептококки

n = 38

n = 94

S. viridans

21 (81,6)

73 (77,4)

Enterococcus faecalis

6 (15,8)

17 (18,3)

S. pneumoniae

1 (2,6)

4 (4,3)

Стафилококки

n = 22

n = 50

S. aureus

7 (31,8)

36 (72,0)

При сравнении групп кларитромицина и азитромицина, насчитывавших по 60 человек, макролидо-резистентные микроорганизмы, преимущественно грамположительные кокки, появлялись в микрофлоре рта на протяжении первой недели. Хотя частота резистентных изолятов уменьшалась в группе кларитромицина, у детей из группы азитромицина грамотрицательные палочки и макролидо-резистентные грамположительные кокки встречались чаще. В конце исследования 51/69 (85%) детей из группы азитромицина оказались носителями макролидо-резистентных микроорганизмов в ротовой полости при одинаковом соотношении приобретенной и естественной резистентности. По сравнению с группой кларитромицина данная разность достигла статистической значимости (р < 0,0001).

Из 12 пациентов, получавших рокситромицин, у 11 были выделены микроорганизмы, резистентные к эритромицину через 1 неделю, количество таких пациентов спустя 6 недель постепенно уменьшилось до 3. Грамположительные кокки и грамотрицательные палочки (то есть P. aeruginosa и Enterobacter cloaceae) среди макролидо-резистентных изолятов встречались с одинаковой частотой. У одного пациента отмечалась колонизация Candida albicans на протяжении всего времени исследования. По прошествии 1 недели у семи из 12 пациентов, леченных джосамицином, в микрофлоре ротовой полости присутствовали штаммы, резистентные к эритромицину, а через 6 недель всего лишь у 2 из 12 пациентов отмечалась колонизация упомянутыми штаммами. У детей, леченых эритромицином, число изолированных резистентных штаммов было меньше. Макролидо-резистентные штаммы появлялись через 1–2 недели у 42% (5/12) пациентов, спустя 6 недель данный показатель уменьшился до 2 из 12 пациентов. Грамотрицательных кишечных бактерий или C. albicans выделено не было.

Даже если клиническое улучшение наступало у всех детей в пределах первой недели (полное отсутствие симптомов и признаков инфекции), частота рецидивирования инфекции существенно отличалась на фоне применения различных макролидных антибиотиков. В течение 6 недель после лечения эритромицином, рокситромицином или джосамицином рецидивов инфекции зафиксировано не было. Однако у 7/60 пациентов, принимавших азитромицин, наблюдался рецидив инфекции в пределах 2–7 недель после начала лечения. У данных пациентов при посевах мазков из глотки были изолированы Klebsiella oxytoca и макролидо-резистентные штаммы S. pneumoniae от двух пациентов, а также H. influenzae, Staphylococcus aureus и P. aeruginosa у каждого из оставшихся больных. Клинические диагнозы были следующими: острый средний отит у 3 пациентов, фарингит у 2, синусит у 1, бронхит/бронхопневмония также у 1 больного. Кроме того, один ребенок был госпитализирован по поводу приступов апноэ, возникших вторично на фоне вирусного ринита, данный случай ассоциировался с суперинфекцией Enterobacter cloaceae, колонизировавшей слизистую носа.

В отличие от группы азитромицина, только у 1/60 пациентов из группы кларитромицина был зафиксирован рецидив инфекции (имеется в виду синусит через 4 недели по окончании лечения кларитромицином. У данного пациента был выделен макролидо-резистентный S. aureus.

Обсуждение

Появление резистентных возбудителей представляет собой нарастающую проблему, особенно при лечении детей. Неадекватное использование антибиотиков у детей, практика постоянного, повторного и профилактического прописывания антибиотиков на протяжении последних десяти лет способствовали развитию механизмов резистентности ко многим антибиотикам, которые широко применяются в педиатрической практике.

Для выбора эффективной антибактериальной терапии показатели МИК, время больше МИК и сывороточная концентрация являются основными в оценке клинической эффективности относительно возбудителей инфекций. Однако появление новых препаратов с продолжительным периодом полувыведения требует определения новых фармако­кинетичес­ких/фармако­динамических (ФК/ФД) показателей (например, зона под ингибиторной кривой [ЗПИК]) в целях выбора оптимальной схемы лечения для эрадикации бактерий. Хорошо известно, что субингибиторные концентрации антибиотиков способствуют селекции резистентных мутантов, особенно это касается макролидов, способных обуславливать резистентность при концентрациях ниже МИК. Данное явление было засвидетельствовано in vitro для штаммов S. pneumoniae, подвергаемых серийным пассажам в присутствии субингибиторных концентраций макролидов. Механизм резистентности у азитромицин-селекционированных мутантов, происходящих от макролидо-чувствительных (то есть ermB- и mefE-негативных) родительских штаммов после 10–42 пассажей, рассматривается как следствие мутации домена V 23S мРНК или рибосомального протеина L4. Мутанты, полученные от родительских штаммов с наличием mefE, развивали повышенные МИК (16–32 мкг/мл) довольно быстро, как правило, в пределах 10 пассажей в присутствии субингибиторных концентраций азитромицина.

При сравнении макролидов, в настоящее время применяющихся в педиатрической практике, были засвидетельствованы значительные различия их фармакокинетических профилей. Азитромицин характеризуется особенно длительным периодом полувыведения (до 72 часов). Данное свойство делает препарат привлекательным для применения у детей, поскольку схема лечения им предусматривает прием один раз в сутки на протяжении всего лишь трех дней. Однако азитромицин выводится очень медленно и создает субингибиторные концентрации в жидкости, покрывающей эпителий, и в инфицированных тканях на протяжении нескольких недель. Дети подлежат экспозиции на показатели ЗПИК азитромицина, которые существенно ниже границ, принятых в настоящее время для основных возбудителей инфекций дыхательных путей. Это может способствовать селекции резистентных штаммов и микробиологической безуспешности лечения в дальнейшем.

Как видно из данного исследования, нормальная микрофлора нарушается в большей или меньшей степени в зависимости от фармакологических профилей соответствующих макролидов. У 85% пациентов, леченных азитромицином, отмечалась колонизация макролидо-резистентными микроорганизмами через 6 недель после лечения по сравнению с 17% пациентов, пролеченых кларитромицином, эритромицином и джосамицином, а также 33% пациентов, принимавших джосамицин. Поскольку число макролидо-резистентных микроорганизмов существенно выше у пациентов, принимавших азитромицин, в отличие от лечившихся другими макролидами, мы приходим к выводу, что фармакокинетика азитромицина с образованием субингибиторных концентраций на протяжении нескольких недель способствует развитию резистентности. У семерых из 60 детей, пролеченных азитромицином, в период наблюдения был зафиксирован рецидив инфекции, развивавшийся, как правило, в результате постоянной дестабилизации микрофлоры ротовой полости.

Нормальная микрофлора приносит пользу организму человека в целом и, вероятно, обладает антагонистическим действием относительно патогенных микроорганизмов, попадающих в ткани. Поскольку антибиотикотерапия всегда будет нарушать эту первую “линию защиты”, препараты широкого спектра и антибиотики с пролонгированным выведением из тканей могут способствовать избыточному росту потенциально патогенных микроорганизмов и формированию механизмов резистентности. Поиск фенотипов и генотипов макролидо-резистентных грамположительных бактерий привел к выявлению мобильного mef-гена у четырех различных видов, обитающих в ротоглотке. Передача таких генов происходит среди S. pneumoniae, а также между неродственными видами, такими как Micrococcus luteus, среди видов Corynebacterium, зеленящих стрептококков и видов Enterococcus. Следовательно, способные к передаче генетические элементы позволяют генам антибиотикорезистентности передаваться как сапрофитам, так и болезнетворным штаммам. Длительное носоглоточное носительство резистентных бактерий является важным фактором диссеминации резистентных клонов, особенно среди детей и между членами семьи.

Поэтому рациональная антибиотикотерапия должна подразумевать не только знание патогенов и их чувствительности, а также спектр и фармакокинетические свойства соответствующих антимикробных препаратов. Следует принимать во внимание тезис, что нормальная микрофлора представляет собой высокоуязвимую биологическую популяцию микроорганизмов, которая каждый раз страдает при лечении антибиотиками. Поэтому при терапии и профилактике инфекционных заболеваний любым способом следует избегать препаратов, которым свойственно создание субингибиторных концентраций.

Сокращенное изложение Федора Юрочко